产品简介

Hieff NGS^® OnePot Pro DNA Library Prep Kit V3 是一款可用于Illumina^®和MGI^®高通量测序平台的新一代酶切法建库试剂盒。与传统的建库法比较，本品采用高质量的片段化酶，摆脱了繁琐的超声过程。将片段化模块与末端修复模块合二为一，极大的降低了建库的时间和成本、连接模块的酶和buffer预混，简化了操作流程，极大地降低了建库的时间和成本，更加适合于自动化建库。本试剂盒具有更高的文库转化率，可应用于常规动植物基因组、微生物基因组等样本，同时能兼容FFPE DNA样本的建库。在前一代建库试剂盒的基础上，改进了片段化/末修/加A模块，降低了试剂对样本的GC偏好性，提高了末修和加dA尾的效率，提高了试剂的稳定性；本试剂盒使用了最新优化的连接酶，改善了接头连接效率。同时，本试剂盒可搭配Illumina^®或MGI^®的接头和Primer，用于Illumina^®和MGI^®高通量测序平台测序。  

       适用1ng - 1μg的基因组DNA、全长cDNA等样本

       高质量片段化酶，可随机切割双链DNA，酶切片段偏好性低

       片段化、末端修复/加A一步完成

       强扩增效率的高保真酶，显著提高文库质量及产量

       适用于FFPE DNA样本

      严格的批次性能与稳定性质控

 

产品信息

货号	12194ES08 / 12194ES24 / 12194ES96
规格	8 T / 24 T / 96 T

 

组分信息

组分编号		组分名称	12194ES08	12194ES24	12194ES96
12194-A		Smearase® Buffer 3.0	80 μL	240 μL	960 μL
12194-B		Smearase® Enzyme 3.0	80 μL	240 μL	960 μL
12194-C		Ligation Ready Mix	200 μL	600 μL	3×800 μL
12194-D		2× Ultima HF Amplification Mix	200 μL	600 μL	3×800 μL

注：本试剂盒组分兼容Illumina和MGI双平台，如果适配完整接头，需要额外配置专属于Illumina^®或者MGI^®的primer mix(Cat#12190 Hieff NGS^® DNA Library Prep Primer Mix for Illumina^®或Cat#12191 Hieff NGS^® DNA Library Prep Primer Mix for MGI^®)。

 

储存条件

-25~-15℃保存，有效期1年。

 

注意事项

一、关于操作

1. 为了您的安全和健康，请穿实验服并戴一次性手套操作。

2. 请于使用前将试剂盒各组分置于室温解冻。解冻后上下颠倒数次充分混匀，短暂离心后置于冰上待用。

3. 配制各步骤反应液时推荐使用移液器吹打混匀或轻轻振荡，剧烈振荡可能会造成文库产出下降。

4. 为避免样品交叉污染，推荐使用带滤芯的枪头，吸取不同样品时请更换枪头。

5. 推荐在带热盖的PCR仪中进行各步骤反应，使用前应预热PCR仪至反应温度附近

6. PCR产物因操作不当极容易产生气溶胶污染，进而影响实验结果准确性。推荐将PCR反应体系配制区和PCR产物纯化检测区进行强制性的物理隔离；使用专用的移液器等设备；并定时对各实验区域进行清洁（使用0.5%次氯酸钠或10%漂白剂进行擦拭清理），以保证实验环境的洁净度。

7. 本产品仅作科研用途！

二、关于DNA片段化

1. 本试剂盒兼容范围为1 ng ~ 1μg Input DNA。应尽可能使用A260/A280 = 1.8-2.0的高质量Input DNA。

2. 若Input DNA中引入高浓度金属离子螯合剂或其他盐，可能会影响后续实验，建议将DNA稀释在ddH2O中进行片段化。

3. 对于常规的高质量基因组DNA，酶切时间参考表5，本试剂盒片段化偏好性低，耐受各种GC含量的模板。以上为推荐时间，需客户在自己的实验体系中进行微调，以达到最佳效果。

4. 为保证优质精确的片段化效果，片段化反应配制过程请于冰上操作。

三、关于接头连接 (Adapter Ligation)

1. 针对Illumina^®测序平台，Yeasen可提供如下接头：

a. Hieff NGS^® Complete Adapter Kit for Illumina^®, Set 1~Set 2 (Cat#13519~Cat#13520)，试剂盒中的接头浓度为15 μM；

b. Hieff NGS^® 384 CDI Primer for Illumina^®(Cat#12412~Cat#12413)，试剂盒中的接头浓度为15 μM；

c. Hieff NGS^® Stubby UDI Primer Kit for Illumina^®_，Set1~Set4（板式） (Cat#12312~Cat#12315)，试剂盒中的接头浓度为15 μM；

d. Hieff NGS^® Dual UMI UDI Adapter Kit for Illumina^®，Set1~Set2 （Cat#13370~Cat#13371），试剂盒中的接头浓度为15 μM。

2.针对MGI^® 高通量测序平台，Yeasen可提供如下接头：

a. Hieff NGS^® Complete Adapter Kit for MGI^®，Set 1~Set 3（Cat#13360 ~ Cat#13362），试剂盒中的接头浓度为10 μM；

b. Hieff NGS^® Unique Dual Barcode Primer Kit for MGI®，Set 1~Set 4（板式） （Cat#13536 ~ Cat#13539），试剂盒中的接头浓度为10 μM；

c. Hieff NGS^® Dual UMI UDB Adapter Kit for MGI^®，Set 1~Set 2 (Cat#13367~Cat#13368)双端UMI UDB短接头，试剂盒中的接头浓度为10 μM。

3. Adapter的质量和使用浓度直接影响连接效率及文库产量。Adapter用量过高可能会产生较多Adapter Dimer；用量较低可能会影响连接效率及文库产量；使用Adapter时根据Input DNA量用TE Buffer进行相应稀释。 

表1和表2分别列举了使用本试剂盒的不同Input DNA量推荐的针对Illumina^® or MGI^®测序平台常规和UMI Adapter的稀释方法。

表1  1ng~1 μg Input DNA针对Illumina^®测序平台推荐常规和UMI Adapter使用浓度

Input DNA	常规Adapter稀释倍数	Adapter浓度	UMI Adapter稀释倍数	Adapter浓度
＜ 1 ng	7.5倍稀释	2μM	15倍稀释	1μM
1 ng ~ 10 ng	3倍稀释	5μM	3倍稀释	5μM
10 ng ~ 200 ng	1.5倍稀释	10μM	2倍稀释	7.5μM
＞200 ng	0倍稀释	15 μM	0倍稀释	15 μM

表2  1ng~1μg Input DNA针对MGI^®测序平台推荐常规和UMI Adapter使用浓度

Input DNA	常规Adapter稀释倍数	Adapter浓度	UMI Adapter稀释倍数	Adapter浓度
＜ 1 ng	5倍稀释	2μM	10倍稀释	1μM
1 ng ~ 10 ng	2倍稀释	5μM	2倍稀释	5μM
10 ng ~ 200 ng	0倍稀释	10μM	1.25倍稀释	8μM
＞200 ng	0倍稀释	10 μM	0倍稀释	10 μM

 

四、关于磁珠纯化与分选 (Bead-based Clean Up and Size Selection)

1. DNA片段长度分选步骤可选择在末端修复/dA尾添加之前，或接头连接后，或文库扩增后进行。

2. 当Input DNA质量≥50 ng，您可选择在接头连接后分选；如Input DNA质量小于50 ng，建议您在文库扩增后进行分选。

3. Ligation Enhancer中包含高浓度的PEG，会对双轮分选产生显著影响。因此，如在接头连接后进行长度分选，必须先进行纯化步骤，再进行双轮分选步骤；如在末端修复/dA尾添加之前或文库扩增后进行长度分选，可直接进行双轮磁珠分选步骤。

4. 磁珠使用前应先平衡至室温，否则会导致得率下降、分选效果不佳。

5. 磁珠每次使用前都应充分振荡混匀或使用移液器上下吹打充分混匀。

6. 转移上清时，请勿吸取磁珠，即使微量残留都将影响后续文库质量。

7. 磁珠漂洗使用的80%乙醇应现用现配，否则将影响回收效率。

8. 进行长度分选时，初始样品体积应尽量≥100 μL，不足时请用超纯水补齐。以防因样品体积太小导致移液误差增大。

9. 产物洗脱前应将磁珠置于室温干燥。干燥不充分容易造成无水乙醇残留影响后续反应；过分干燥又会导致磁珠开裂进而降低纯化得率。通常情况下，室温干燥3~5 min足以让磁珠充分干燥。

10. DNA纯化或长度分选产物如需保存，可使用TE Buffer洗脱，产物可于4℃可保存1~2周，-20℃可保存1个月。

五、关于文库扩增 (Library Amplification)

文库扩增步骤需要严格控制扩增循环数。循环数不足，将导致文库产量低；循环数过多，又将导致文库偏好性增加、重复度增加、嵌合产物增加、扩增突变积累等多种不良后果。表3列举了使用本试剂盒，获得1μg文库的推荐循环数。

表3  100 pg~1 μg Input DNA获得1 μg产物扩增循环数推荐表

Input DNA	1 μg文库产量推荐PCR循环数
1000~2000 ng	2 ~ 4
500 ng	2 ~ 4
250 ng	4 ~ 6
100 ng	5 ~ 7
50 ng	7 ~ 9
10 ng	9 ~ 11
5 ng	10 ~ 12
1 ng	12 ~ 15
100 pg	16 ~ 18

【注】如果使用了不完整的接头，需要扩增1~3个循环，形成完整的接头。建库过程中若进行片段分选，扩增时请参照较高循环数扩增。

六、关于文库质检 (Library Quality Analysis)

1. 通常情况下，构建好的文库可通过长度分布检测和浓度检测来进行质量评价。

2. 文库浓度检测可使用：基于双链DNA荧光染料的方法，如Qubit^®、PicoGreen^®等；基于qPCR绝对定量的方法。

3. 文库浓度检测不可使用：基于光谱检测的方法，如NanoDrop^®等。

4. 推荐使用qPCR方法进行文库浓度检测：Qubit^®、PicoGreen^®等基于双链DNA荧光染料的浓度测定方法时，无法有效区分单端连接Adapter的产物、两端均未连接Adapter的产物以及其他不完整双链结构产物；qPCR绝对定量基于PCR扩增原理，仅定量样品中两端Adapter完整的文库（即可测序的文库），可排除单端或双端都不连接Adapter的不可测序文库干扰。

5. 文库长度分布检测，可通过Agilent Bioanalyzer 2100等基于毛细管电泳或微控流原理的设备进行检测。

 

使用说明

一、自备材料

1. 纯化磁珠：Cat#12601，Hieff NGS^® DNA Selection Beads或Cat#A63880，AMPure XP Beads或其他等效产品。

2. DNA质控：Agilent Technologies 2100 Bioanalyzer或其他等效产品。

3. DNA Adapter：接头详细介绍信息参考上面注意事项中的第三部分“关于接头连接”。

4. DNA Primer Mix：Cat#12190，DNA Library Prep Primer Mix for Illumina^® 或Cat#12191，DNA Library Prep Primer Mix for MGI^®
5. 其他材料：无水乙醇、灭菌超纯水、TE Buffer (10 mM Tris-HCl，pH 8.0-8.5+1 mM EDTA)、低吸附EP管、PCR管、磁力架、PCR仪等。

二、操作流程

图1 OnePot Pro DNA建库试剂盒操作流程

三、操作步骤

3.1 DNA片段化/末端修复/dA尾添加 (DNA Fragmentation/End Repair/dA-Tailing)

该步骤将基因组DNA片段化，同时进行末端修复及dA尾添加。

1. 将表4中各试剂解冻后，颠倒混匀，置于冰上备用。

2. 于冰上配制表4反应体系。

表4  DNA片段化/末端修复/dA尾添加 PCR反应体系

名称	体积 (μL)
Input DNA	x
Smearase® Buffer 3.0	10
Smearase® Enzyme 3.0	10
ddH2O	Up to 60

3. 使用移液器轻轻吹打或低速振荡混匀，并短暂离心将反应液离心至管底。

4. 将上述PCR管置于PCR仪，设置表5所示反应程序，进行DNA片段化，末端修复及dA尾添加反应。

表5  DNA片段化/末端修复/dA尾添加 PCR反应程序

温度	时间
热盖105℃	On
4℃	1 min*
37℃/35℃/32℃	3~30 min**
72℃	20 min
4℃	Hold

【注】：*DNA片段化过程为有效控制片段化效果，避免过度酶切，反应程序可预先设置4℃，待模块温度降至4℃时，将PCR管放入PCR仪。

**对于完整的基因组DNA，酶切时间参考表6。

表6  常规基因组DNA片段化条件选择表

                    

不同打断条件下片段大小分布图可见“实施例”部分的图2~图4.

3.2 接头连接 (Adapter Ligation)

该步骤将3.1步骤的产物末端，连接Illumina^®或MGI^®接头。

1. 根据Input DNA量按第三部分推荐的接头使用浓度，稀释Adapter至合适浓度。

2. 将表7中各试剂解冻后颠倒混匀，置于冰上备用。

3. 于3.1步骤PCR管中配制表7所示反应体系。

表7  Adapter Ligation PCR体系

名称	体积 (μL)
dA-tailed DNA（3.1步骤产物）	60
Ligation Ready Mix	25*
DNA Adapter	5**

【注】：*LigationReady Mix比较粘稠，请上下颠倒、振荡，充分混匀并瞬时离心后使用。

**本公司接头浓度与常规商业化试剂盒一致，Illumina^®平台皆为15 μM，MGI^®平台皆为10 μM；具体的接头使用量可以参照表1。

4. 使用移液器轻轻吹打或振荡混匀，并短暂离心将反应液收集至管底。
5. 将PCR管置于PCR仪中，设置表8所示反应程序，进行接头连接反应。

表8  Adapter Ligation PCR反应程序

温度	时间
热盖	Off
20℃	15 min
4℃	Hold

【注】：当Input DNA量较低，实验效果不理想时，可尝试将连接时间延长一倍。

3.3 连接产物磁珠纯化 (Post Ligation Clean Up)

3.3.1纯化操作步骤

该步骤使用磁珠对3.2步骤的产物进行纯化或分选。纯化可除去未连接的Adapter或Adapter Dimer等无效产物。

1. 准备工作：将Hieff NGS^® DNA Selection Beads磁珠由冰箱中取出，室温平衡至少30 min。配制80%乙醇。

2. 涡旋振荡或充分颠倒磁珠以保证充分混匀。

3. 将Adapter Ligation产物充分离心，然后吸取72 μL Hieff NGS^® DNA Selection Beads (0.8×，Beads:DNA=0.8:1)至Adapter Ligation产物中，涡旋振荡或使用移液器轻轻吹打至充分混匀，室温孵育5 min。

4. 将PCR管短暂离心并置于磁力架中分离磁珠和液体，待溶液澄清后（约5 min），小心移除上清；待移除大部分上清后可短暂离心再次置于磁力架中，换用10 μL的枪头彻底吸净残留液体。

5. 保持PCR管始终置于磁力架中，加入200 μL新鲜配制的80%乙醇漂洗磁珠，室温孵育30 sec后，小心移除上清。

6. 重复步骤5，总计漂洗两次，最后一次漂洗结束，要彻底吸净乙醇。

7. 保持PCR管始终置于磁力架中，开盖空气干燥磁珠至刚刚出现龟裂（不超过5 min）。

8. 将PCR管从磁力架中取出：

1）若产物无需分选则直接加入21 μL ddH₂O，涡旋振荡或使用移液器轻轻吹打至充分混匀，室温静置5 min。置于磁力架上，待溶液澄清后，小心移取20 μL上清至新的PCR管中，切勿触碰磁珠。

2）若产物需进行双轮分选，则加入102μL ddH₂O，涡旋振荡或使用移液器轻轻吹打至充分混匀，室温静置5 min。置于磁力架上，待溶液澄清后，小心移取100 μL上清至新的PCR管中，切勿触碰磁珠。

3.3.2双轮分选操作步骤

1. 准备工作：将Hieff NGS^® DNA Selection Beads磁珠由冰箱中取出，室温平衡至少30 min。配制80%乙醇。

2. 涡旋振荡或充分颠倒磁珠以保证充分混匀。

3.根据DNA片段长度要求，参考表9向上述100ul连接产物上清中加入第一轮分选磁珠，涡旋振荡或充分颠倒磁珠混匀。

表9  磁珠文库分选推荐比例

DNA文库插入片段大小	150-250 bp	200-300 bp	300-400 bp	400-500 bp	500-600 bp
DNA文库大小	250-350 bp	350-450 bp	450-550 bp	550-650 bp	650-750 bp
第一轮体积比 (Beads:DNA)	0.80×	0.70×	0.60×	0.55×	0.50×
第二轮体积比 (Beads:DNA)	0.20×	0.20×	0.20×	0.15×	0.15×

【注】：表中“×”表示上步骤连接产物体积。如文库插入片段长度为250 bp，连接产物体积为100 μL，则第一轮分选磁珠使用体积为0.70×100 μL=70 μL；第二轮分选磁珠使用体积为0.20×100 μL=20 μL；表中所推荐比例是针对于Adapter Ligated Insert DNA (Post Ligation)，如果用户在接头连接前进行分选，请采用Hieff NGS^® DNA Selection Beads (Cat#12601)说明书中推荐的比例。

4. 室温孵育5 min。

5. 将PCR管短暂离心并置于磁力架中，待溶液澄清后（约5 min），小心转移上清到干净的离心管中。

6. 参考表9向上清中加入第二轮分选磁珠。

7. 涡旋混匀或移液器吹打10次混匀，室温静置5 min。

8. 将PCR管短暂离心并置于磁力架中，待溶液澄清后（约5 min），小心移除上清。

9. 保持PCR管始终处于磁力架中，加入200 μL新鲜配制的80%乙醇漂洗磁珠，室温孵育30 sec，小心移除上清。

10. 重复步骤9，总计漂洗两次，最后一次漂洗结束，要彻底吸净乙醇。

11. 保持PCR管始终处于磁力架中，开盖干燥磁珠至刚刚出现龟裂（约5 min）。

12. 将PCR管从磁力架中取出，加入适量21 μL ddH2O，涡旋振荡或使用移液器轻轻吹打充分混匀，室温静置5 min。

13. 将PCR管短暂离心并置于磁力架中分离磁珠和液体。待溶液澄清后（约5 min），小心转移20 μL上清至干净的管中。

 

3.4 文库扩增 (Library Amplification)

该步骤将对纯化或长度分选后的接头连接产物进行PCR扩增富集。

1. 将表10中试剂解冻后颠倒混匀，置于冰上备用。

2. 于无菌PCR管中配制表10所示反应体系。

表10  PCR扩增反应体系

名称	体积 (μL)
Adapter Ligated DNA（3.3步骤产物）	20
2× Ultima HF Amplification Mix	25
Primer Mix**	5*

【注】：*Primer Mix针对不同测序平台，选用与平台对应的Adapter和Primer Mix。

**如果使用的是完整接头（Cat#13519~Cat#13520），使用DNA Library Prep Primer Mix for Illumina（Cat#12190）试剂盒中的Primer Mix进行扩增；如果使用的是MGI接头（Cat#13360 ~ Cat#13362），使用DNA Library Prep Primer Mix for MGI（Cat#12191）试剂盒中的Primer Mix进行扩增；如果使用了不完整的接头（Cat#12412~Cat#12413、Cat#12404~Cat#12407），请参照上述试剂盒说明书，使用其中配备的Index Primer进行扩增。

3. 使用移液器轻轻吹打或振荡混匀，并短暂离心将反应液收集至管底。

4. 将PCR管置于PCR仪中，设置表11所示反应程序，进行PCR扩增。

表11  PCR扩增反应程序

温度	时间	循环数
98℃	1 min	1
98℃	10 sec	参照注意事项中表2
60℃	30 sec
72℃	30 sec
72℃	5 min	1
4℃	Hold	-

3.5扩增产物磁珠纯化或分选 (Post Amplification Clean Up/Size Selection)

扩增后纯化步骤同3.3.1纯化操作步骤。使用Hieff NGS^® DNA Selection Beads (1.0×，Beads:DNA=1:1)纯化文库扩增产物。如需分选，操作方法同3.3.2双轮分选步骤。

3.6 文库质量控制(Library Quality Analysis)

通常情况下，构建好的文库可通过浓度检测和长度分布检测来进行质量评价，具体请参见注意事项六。

四、实验实例

不同片段化条件得到的插入片段大小

以500 ng 常规gDNA为模板，使用本试剂盒构建文库，片段化条件为32℃/35℃/37℃分别酶切5/10/ 15/20/30 min，片段化产物1.2x磁珠纯化，21 μL ddH₂O洗脱，Qubit测定浓度后，回收的插入片段分布如下图所示。

图2 32℃不同酶切时间文库峰图

 

图3 35℃不同酶切时间文库峰图

 

 

图4 37℃不同酶切时间文库峰图