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巨噬细胞

巨噬细胞的来源

体内天然来源

主要来源是骨髓造血干细胞，经单核细胞分化后迁移至组织，成熟为巨噬细胞。

部分胚胎起源的巨噬细胞（如小胶质细胞），胚胎期定居组织后，通过局部增殖自我更新。

体外实验来源

骨髓来源：从骨髓中分离造血干细胞/单核细胞，体外诱导分化为骨髓来源巨噬细胞（Bone Marrow-Derived Macrophage，BMDM），是研究巨噬细胞的经典模型。

PBMC中的单核细胞：体外培养时，PBMC分离出的单核细胞在M-CSF/GM-CSF诱导下，可分化为巨噬细胞，是实验室常用的获取方式。

巨噬细胞功能表型分类

M1型巨噬细胞（促炎型）：受IFN-γ、LPS等诱导激活，主要分泌TNF-α、IL-6等促炎因子，负责吞噬清除病原体，参与免疫防御和炎症启动。
M2型巨噬细胞（抗炎/修复型）：受IL-4、IL-13、IL-10等诱导，分为M2a、M2b、M2c等亚型，核心功能是抑制过度炎症、促进组织修复和血管再生，维持组织稳态。

图1.巨噬细胞的分类

巨噬细胞功能

巨噬细胞是多功能、多面手的免疫细胞，其功能从维持日常稳态到应对紧急感染，从促进修复到调节免疫平衡，贯穿于生命活动的方方面面。其功能的正确发挥对健康至关重要，功能失调则与感染、自身免疫病、癌症、代谢性疾病等多种疾病密切相关。

核心功能	具体作用
免疫防御	吞噬杀伤病原体、启动适应性免疫、招募免疫细胞
组织稳态	清除凋亡细胞、促进组织修复、代谢调节
免疫调节	启动炎症反应、终止炎症、免疫抑制
特化功能	骨吸收（破骨）、神经修剪（小胶质）、血液过滤（库普弗）

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骨髓来源巨噬细胞

骨髓来源巨噬细胞是指通过体外实验技术，将从小鼠（最常用）或其它动物骨髓中提取的造血前体细胞，在特定的细胞因子（主要是巨噬细胞集落刺激因子M-CSF）诱导下，经过约7天时间分化而成的巨噬细胞。

之所以选择骨髓来源巨噬细胞，是因为存在以下优势：

研究需求	骨髓来源巨噬细胞的优势
获取大量细胞	可从少量小鼠获得大量、增殖能力强的细胞
保证实验纯度	细胞群体均一，纯度高达95%以上
实现可重复性	培养条件可控，批次间差异小
进行机制探索	易于进行基因操作和精确的时空刺激
模拟疾病状态	可被诱导为M1、M2、TAMs等多种疾病相关表型

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骨髓来源巨噬细胞培养

图2. Scheme for the isolation, formation and stimulation of mouse BMDMs^[1]

小鼠骨髓细胞提取

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分离股骨和胫骨：取6-8周龄小鼠，分离出股骨和胫骨，冲洗掉毛发，然后剪去骨头两端。

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冲洗骨髓：使用针头和注射器，将骨髓冲洗到预冷的PBS + 2%热灭活胎牛血清（FBS）中（每只小鼠3-5毫升）。

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吹打分散细胞：将骨髓通过针头吹打4-6次，以分散细胞。

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过滤细胞悬液：将细胞悬液通过70 μm细胞筛，以去除细胞团块、骨渣、毛发及其他细胞/组织碎片。

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红细胞裂解：加入3倍体积的NH₄Cl溶液（0.8% NH₄Cl溶液），冰上孵育10分钟以去除红细胞。

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离心收集细胞：4°C，500 × g，离心5分钟。

07

重悬细胞：用预冷的PBS + 2%FBS重悬细胞沉淀（体积为20-50毫升，取决于细胞数量）。

诱导骨髓来源巨噬细胞形成

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重悬细胞：将分离出的骨髓细胞重悬于BMDM生长培养基（IMDM培养基 + 10% FBS + 10 ng/mL 重组M-CSF）中，浓度为2 × 10⁶ cells/mL。

02

接种细胞：将细胞接种到6孔或12孔组织培养板中。

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换液：在第3天更换新鲜的BMDM生长培养基。

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成熟度评估：在第7天，使用流式细胞术分析并结合荧光素偶联抗体来检测表达CD11b和F4/80的细胞，以此评估成熟BMDM的形成。

骨髓来源巨噬细胞的极化诱导

在培养的第7天，更换为新鲜的刺激培养基。

对于M1型活化

使用含有10% FBS和100 ng/mlL LPS（脂多糖）的IMDM培养基，或100 ng/mL LPS和50 ng/mL IFN-γ（干扰素-γ）的IMDM培养基。

对于M2型活化

使用含有10% FBS和10ng/mL IL-4（白细胞介素-4）或10 ng/mL IL-13（白细胞介素-13）的IMDM培养基。

巨噬细胞鉴定

细胞表面抗原表达检测

采用标准流式细胞术染色流程，在不同时间点使用抗体检测细胞表面抗原的表达。

M1型巨噬细胞特征标志物：CD11c、CD80、CD86。

M2型巨噬细胞特征标志物：CD206。

活化相关基因与信号通路检测

使用qRT-PCR检测M1型和M2型巨噬细胞活化特征基因的表达。
M1活化特征基因：IL-1β，TNF-α，IL-6。
M2活化特征基因：IL-10，IL-13，精氨酸酶1，PPARγ。

使用Western Blot分析参与M1或M2巨噬细胞活化的细胞信号通路的激活情况。

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核心细胞因子作用解析

骨髓来源巨噬细胞培养中细胞因子的核心作用是驱动分化、调控表型，M-CSF/GM-CSF主导分化成熟，IFN-γ、IL-4等调控功能极化，共同决定BMDM的功能特性。

主导分化的核心细胞因子（体外培养必需）

巨噬细胞集落刺激因子（M-CSF）

核心作用：BMDM分化的“金标准”因子，特异性驱动骨髓造血干细胞/单核细胞向成熟巨噬细胞定向分化。

关键效应：促进细胞增殖、抑制凋亡，诱导巨噬细胞核心功能（吞噬、细胞因子分泌）的成熟，分化后的BMDM表型均一、功能稳定，是基础研究的首选诱导因子。

粒细胞-巨噬细胞集落刺激因子（GM-CSF）

核心作用：替代M-CSF的分化诱导因子，兼具驱动巨噬细胞分化和粒细胞分化的潜能。

关键效应：分化后的BMDM更偏向“炎性巨噬细胞”表型，抗原提呈能力更强，常用于需要强化免疫应答相关的研究（如抗感染、肿瘤免疫）。

调控表型极化的关键细胞因子（分化后活化）

M1型极化相关因子（促炎表型）

核心组合：脂多糖（LPS）+干扰素-γ（IFN-γ）

作用机制：LPS激活TLR4信号通路启动炎症应答，IFN-γ放大促炎效应，共同诱导BMDM向M1型极化。

关键效应：高表达CD80、CD86、CD11c等标志物，大量分泌IL-1β、TNF-α、IL-6等促炎细胞因子，强化病原体清除和免疫防御功能。

M2型极化相关因子（抗炎/修复表型）

核心因子：白细胞介素-4（IL-4）、白细胞介素-13（IL-13）

作用机制：通过激活JAK-STAT6信号通路，诱导BMDM向M2型极化，可单独使用或联合使用。
关键效应：高表达CD206等标志物，分泌IL-10、IL-13等抗炎因子，激活精氨酸酶1（Arginase 1），抑制过度炎症、促进组织修复和代谢稳态。

辅助调控因子（优化表型或强化效应）

脂多糖（LPS）

核心作用：M1型极化的“启动剂”，常与IFN-γ联合使用增强促炎效果。

关键效应：直接激活巨噬细胞的固有免疫信号，快速诱导促炎因子分泌，模拟体内感染或炎症微环境。

白细胞介素-10（IL-10）

核心作用：M2型极化的“强化因子”，抑制M1型表型、促进M2型稳定。

关键效应：下调促炎因子表达，上调抗炎基因（如IL-10自身、Arginase 1），维持巨噬细胞的抗炎状态，避免组织损伤。

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翌圣HiActi^®细胞因子

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产品数据

Bioactivity of Mouse M-CSF

图3.Measured in a cell proliferation assay using M‑NFS‑60 mouse myelogenous leukemia lymphoblast cells. The EC₅₀ for this effect is 0.2‑1.5 ng/mL.

Bioactivity of Mouse IFN-γ

图4.Measured in an anti-viral assay using L-929 mouse fibroblast cells infected with encephalomyocarditis (EMC) virus. The EC₅₀ for this effect is 0.03-0.1 ng/mL.

Bioactivity of Mouse IL-4

图5.Measured in a cell proliferation assay using HT-2 mouse T cells. The EC₅₀ for this effect is 0.2-1.0 ng/mL.

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相关产品信息

产品名称	货号
Recombinant Mouse M-CSF/CSF1 Protein (HEK293) 重组小鼠巨噬细胞集落刺激因子	92116ES
Recombinant Mouse GM-CSF Protein 重组小鼠粒细胞-巨噬细胞集落刺激因子	91108ES
Recombinant Mouse IFN-gamma Protein 重组小鼠干扰素-γ	91212ES
Recombinant Mouse IL-4 Protein 重组小鼠白介素-4	90144ES
Recombinant Mouse IL-10 Protein 重组小鼠白介素-10	90149ES
Recombinant Mouse IL-13 Protein 重组小鼠白介素-13	90151ES

参考文献

1. Zhou B, Safe SH, Bazer FW, Cheruku PS, Ying W. Investigation of Macrophage Polarization Using Bone Marrow Derived Macrophages. Journal of Visualized Experiments 2013; (76).